Oś mózgowo-jelitowa u noworodków urodzonych przedwcześnie i jej udział w patogenezie powikłań wcześniactwa

Abstrakt:

Dwukierunkowe połączenie pomiędzy ośrodkowym układem nerwowym i przewodem pokarmowym odbywa się wskutek przekaźnictwa, w którym biorą udział układ immunologiczny, produkty metabolizmu tryptofanu, nerw błędny, a także jelitowy układ nerwowy z udziałem metabolitów bakteryjnych, takich jak krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA), aminokwasy rozgałęzione i peptydoglikany. Choroby przewodu pokarmowego i bakterie dysbiotyczne dzięki wytwarzanym przez siebie metabolitom mogą prowadzić do zaburzeń neurorozwojowych u noworodków. Artykuł ma na celu zebranie i podsumowanie dotychczasowych danych dotyczących wpływu wcześniactwa i zaburzeń mikrobioty jelitowej na funkcjonowanie osi mózgowo-jelitowej oraz na rozwój układu nerwowego wcześniaków.

Słowa kluczowe: dysbioza jelitowa, oś mózgowo-jelitowa, wcześniactwo, mikrobiom jelitowy, niemowlę, NEC

Regulacja osi jelitowo-mózgowej

Na istnienie osi mózgowo-jelitowej wskazuje się od lat 80. XX wieku, kiedy to część polipeptydowych hormonów występujących w przewodzie pokarmowym wykryto również w komórkach układu nerwowego¹. Uważa się, że oś mózgowojelitowa stanowi dwukierunkowy system, który integruje komunikację nerwową, hormonalną i immunologiczną między jelitami a mózgiem. Jednym z jego kluczowych regulatorów jest mikrobiota jelitowa². Bakterie wchodzące w skład mikroflory jelitowej przy współudziale produktów metabolizmu, takich jak: krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe, kwas gamma-aminomasłowy (GABA), prekursory serotoniny (5-HT), tryptofan czy peptydoglikany, wywierają wpływ na ośrodkowy układ nerwowy (OUN). Oś mózgowo-jelitowa umożliwia OUN wpływanie na motorykę jelit, regulację wydzielania mucyn oraz regulację funkcji odpornościowych, w tym wytwarzanie cytokin przez komórki odpornościowe w błonie śluzowej jelit^3,4. Wykazano, że mikroflora zdrowego osobnika pozostaje stosunkowo stabilna w czasie⁵ i ma kluczowe znaczenie dla utrzymania zdrowia gospodarza¹³.

Schemat kolonizacji jelit noworodka

Kolonizacja jelit donoszonych noworodków w środowisku pozaszpitalnym została częściowo zdefiniowana^9-11. Po urodzeniu jelita uważane są za nieskolonizowane. Po kilku godzinach proces kolonizacji rozpoczyna się od zasiedlenia przewodu pokarmowego przez fakultatywne tlenowce, a następnie przechodzi w obligatoryjne beztlenowce^7,9-11. J. Guittar w 2019 r. przeanalizował mikrobiom jelitowy 56 niemowląt z Estonii i Finlandii, co pozwoliło na określenie jego zmienności w pierwszym roku życia. Wyjściowo mikrobiota zdominowana jest przez Bacteroidaceae i Bifidobacteriaceae, podczas gdy z czasem zaczyna dominować liczba Lachnospiraceae, Ruminococcaceae i Bacteroidaceae. Początkowo obserwuje się znaczną zmienność i szybkość wzrostu bakteryjnego, natomiast z czasem tempo to maleje, co prowadzi do stopniowej dominacji gatunków beztlenowych i Gram-dodatnich. Z czasem mikrobiomy różnych niemowląt stają się coraz bardziej podobne, zarówno pod względem rodzaju obecnych bakterii, jak i ich funkcji^41,129. Pierwsze miesiące życia mają kluczowe znaczenie dla rozwoju mikrobiomu  jelitowego, który w tym okresie jest bardzo podatny na czynniki środowiskowe^7-11,41.

Czynniki wpływające na kolonizację

W 2006 roku J. Penders i in.6 zbadali 1032 próbki kału noworodków w pierwszym miesiącu życia. Stwierdzili, że głównymi czynnikami wpływającymi na ich mikroflorę są: rodzaj porodu, sposób żywienia, wiek ciążowy, hospitalizacja i zastosowana w jej czasie antybiotykoterapia. Noworodki urodzone przed 32. tygodniem ciąży i z urodzeniową masą ciała mniejszą niż 1500 gramów są bardziej podatne na powikłania, takie jak BPD (dysplazja oskrzelowo-płucna), IVH (krwotok dokomorowy), infekcje i NEC (martwicze zapalenie jelit). Wszystkie zwiększają ryzyko nieprawidłowego rozwoju psychoruchowego, mózgowego porażenia dziecięcego, upośledzenia słuchu i wzroku oraz trudności w uczeniu się⁴⁰.

Sposób porodu

Po porodzie naturalnym następuje bardzo szybki proces kolonizacji noworodka bakteriami z pochwy, kału i skóry matki⁴². U donoszonych noworodków urodzonych drogą pochwową obserwowana jest mniejsza kolonizacja bakteriami Clostridium difficile i Escherichia coli oraz większa Bifidobacteria. Taki profil bakteryjny uważany jest za najbardziej korzystny dla niemowlęcia6. Według Shao liczebność Bifidobacteria, Escherichia coli, Bacteroides i Parabacteroides jest istotnie wyższa po porodzie siłami natury niż po cięciu cesarskim⁸⁴. Jelita noworodków urodzonych przez cesarskie cięcie są kolonizowane później⁷, a sam proces przebiega nieprawidłowo, ponieważ najpierw dochodzi do kolonizacji niemowlęcia bakteriami ze środowiska szpitalnego^7,8. Względna liczebność Firmicutes (Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, Staphylococcus epidermidis, Streptococcus parasanguinis i Clostridium perfringens) oraz Klebsiella oxytoca, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter cloacae jest większa po cięciu cesarskim niż po porodzie siłami natury⁸⁴.

Żywienie

Wykazano, że mikrobiom jelitowy niemowląt karmionych piersią różni się od mikrobiomu niemowląt karmionych sztucznie. Mleko kobiece jest najważniejszym czynnikiem poporodowym programującym układ odpornościowy dziecka i jego metabolizm46. Ze względu na obecność drobnoustrojów w mleku i na skórze matki, u niemowląt karmionych piersią występuje bardziej zróżnicowana mikroflora jelitowa, z większą zawartością Lactobacillus i Bifidobacteria⁴³. Według Pammi u niemowląt karmionych mieszanką występowała większa liczebność Firmicutes, a u niemowląt karmionych piersią Proteobacteria⁷⁹. Mleko matki zawiera w swoim składzie także takie czynniki, jak laktoferyna, lizozym, alfa-laktoalbumina i białka układu dopełniacza uczestniczące w nieswoistych reakcjach obronnych oraz immunoglobuliny (zwłaszcza sIgA) ważne w tzw. obronie specyficznej – wszystkie te substancje odgrywają ważną rolę w kształtowaniu mikroflory jelitowej^44,45. Innymi ważnymi składnikami mleka matki są nieulegające strawieniu węglowodany zwane oligosacharydami mleka kobiecego (HMO). Zidentyfikowano ich około 200, z których wszystkie opierają się na rdzeniu z laktozy130 połączonej z różnymi monosacharydami: glukozą (Glc), galaktozą (Gal), N-acetyloglukozaminą (GlcNAc), fukozą (Fuc) i pochodnymi kwasu sialowego (Sia) oraz kwasem N-acetyloneuraminowym (Neu5Ac)¹³¹. HMO zawierają od 3 do 22 monosacharydów¹³². Oligosacharydy mleka docierają do jelita grubego praktycznie niezmienione. Dzięki temu sprzyjają rozwojowi pożytecznych mikroorganizmów wykazujących ekspresję sialidaz i fukozydaz – głównie rodzaju Bifidobacterium oraz w mniejszym stopniu niektórych szczepów Bacteroides i Lactobacillus, co czyni je prebiotykami¹³³. Oligosacharydy matczyne poprawiają również adhezję niepatogennych mikroorganizmów do błony śluzowej jelit i zwiększają ich działanie przeciwzapalne na jelita człowieka¹³⁴. Ponadto HMO mogą prowadzić do ograniczenia chorób jelitowych u niemowląt dzięki swoim właściwościom antyadhezyjnym, polegającym na selektywnym wiązaniu się z patogenami lub ich toksynami, a następnie hamowaniu ich przyłączania się do powierzchni komórek błony śluzowej¹³⁵.

Noworodki donoszone i wcześniaki

Mikrobiom wcześniaków jest mniej zróżnicowany i składa się z innych gatunków bakterii niż mikrobiom noworodków donoszonych. Wcześniaki są częściej skolonizowane przez C difficile (64% w porównaniu do 23%), a ich liczebność jest większa niż u noworodków urodzonych o czasie⁶. W badaniu z 2014 r. wykazano, że trzy klasy bakterii: Bacilli (19,3%), Gammaproteobacteria (54%) i Clostridia (18,4%) łącznie stanowiły ponad 90% bakterii obecnych w 85% próbek pobranych od 58 noworodków urodzonych pomiędzy 23. a 33. tc., z urodzeniową masą ciała < 1500 gramów. Bacilli były przede wszystkim obecne w najwcześniej pobranych próbkach, podczas gdy Clostridia występowały najliczniej w próbkach pobranych od starszych niemowląt (33.–36. tydzień wieku skorygowanego)¹². Mikrobiom jelitowy wcześniaków jest słabo zróżnicowany, ale bardzo zmienny. Początkowo dominują Firmicutes, po czym następuje wzrost liczby Enterococcus, Enterobacter, Klebsiella i Escherichia coli. Liczebność Bifidobacterium, Bacteroides, Parabacterium i Escherichia coli u wcześniaków jest stosunkowo mała w porównaniu z niemowlętami urodzonymi o czasie²⁹. U wcześniaków obserwowana jest również zmniejszona liczebność Bifidobacterium i Lactobacillus, natomiast zwiększona potencjalnych patogenów oportunistycznych, takich jak Enterobacter, Enterococcus i Klebsiella³². Obecność bakterii chorobotwórczych wiąże się ze zwiększoną przepuszczalnością bariery jelitowej i zmianami w profilu cytokin jelitowych³⁰.

Hospitalizacja i leczenie

U noworodków hospitalizowanych obserwowano zwiększoną obecność C. difficile w mikroflorze jelitowej⁶. Jedną z przyczyn tego stanu jest przedłużona antybiotykoterapia. U niemowląt, które w pierwszym tygodniu życia przez 5–7 dni otrzymywały empiryczną antybiotykoterapię, w drugim i trzecim tygodniu życia obserwowano większą liczebność Enterobacter i mniejszą różnorodność bakterii w przewodzie pokarmowym^47-48,79. Ponadto u niemowląt otrzymujących wczesną antybiotykoterapię obserwowano więcej przypadków martwiczego zapalenia jelit^47,79, posocznicy lub zgonów w porównaniu z dziećmi, które nie były leczone⁴⁷. Prawdopodobną tego przyczyną jest zmniejszenie różnorodności mikroflory jelitowej u tych pacjentów⁷⁹. Potwierdzono znamiennie istotny wzrost liczebności bakterii patogennych, takich jak Klebsiella spp. i E. coli⁴⁸ oraz Proteobacteria⁷⁹, a zmniejszony Firmicutes i Actinobacteria⁷⁹ wśród niemowląt leczonych antybiotykami, w tym u wcześniaków.

Wpływ czynników okołoporodowych na zmienność mikrobioty jelitowej

Wpływ zaburzeń mikrobioty jelitowej na mózg noworodka

Wcześniaki urodzone przed 32. tygodniem ciąży oraz z urodzeniową masą ciała poniżej 1500 gramów są w grupie ryzyka uszkodzenia OUN. Patogeneza jest wieloczynnikowa. Niedojrzałość ośrodkowego układu nerwowego, brak steroidoterapii prenatalnej, infekcje wrodzone sprzyjają wystąpieniu istotnych powikłań ze strony OUN, w tym krwawień dokomorowych (IVH). Rozwijający się mózg noworodka jest obarczony bardzo wysokim ryzykiem uszkodzenia istoty białej (PWMI), najczęściej wtórnie do ciężkich IVH¹⁴, powikłań niedotlenieniowoniedokrwiennych^15,16. Wykazano, że zakażenie okołoporodowe i towarzyszący mu stan zapalny zwiększa ryzyko powikłań OUN³⁹. Konsekwencjami uszkodzenia OUN są zaburzenia neurorozwojowe obejmujące deficyt uwagi, zespół nadpobudliwości psychoruchowej, autyzm i inne²⁷. Oliphant¹⁷ i Sordillo¹⁸ w niezależnych badaniach potwierdzili związek między kolonizacją bakteryjną jelit noworodka a rozwojem układu nerwowego.

Badania przeprowadzone na modelach zwierzęcych wykazały, że obecność patogennych bakterii w jelitach może wywołać ich reakcję zapalną, która w konsekwencji może prowadzić do uszkodzenia OUN19. Wykazano, że mikrobiota jelitowa wcześniaków, u których obserwowano zaburzenia funkcji poznawczych, cechuje się mniejszą różnorodnością oraz liczebnością niż u tych bez deficytu poznawczego. Wśród odmienności należy wyróżnić zwiększoną liczebność Proteobacteria oraz zmniejszenie stężenia krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFA) oraz kwasu octowego. Może to sugerować, że zmiany w składzie mikroflory jelitowej oraz SCFA są ściśle powiązane z funkcjami poznawczymi u wcześniaków²⁸. Inne badanie na modelu zwierzęcym wykazało, że intensywny stan zapalny w jelitach powoduje zwiększoną stymulację nerwu błędnego, co przypisuje się nadmiernemu wytwarzaniu kwasu gamma-aminomasłowego (GABA) i serotoniny (5HT3) przez kolonizujące bakterie^20,21.

Regulacja osi mózgowo-jelitowej poprzez układ hormonalny opiera się przede wszystkim na aktywacji osi podwzgórze-przysadka-nadnercza (oś HPA). SCFA, które są produktami ubocznymi metabolizmu bakterii, stymulują wyspecjalizowane komórki w jelitach do uwalniania hormonów GLP-1 (glukagonopodobny peptyd 1) i PYY (peptyd YY). To z kolei prowadzi do nadmiernej aktywacji osi HPA i produkcji kortyzolu, co wiąże się z nasileniem zachowań lękowych^22,23. Dodatkowo nadmierna produkcja kortyzolu może stymulować układ odpornościowy i aktywować limfocyty T do uwalniania cytokin prozapalnych, które przekraczając barierę krew-mózg, biorą udział w stymulacji i podtrzymywaniu stanu zapalnego w ośrodkowym układzie nerwowym²⁴.

Stan zapalny we wczesnym etapie życia dziecka może predysponować do zaburzeń neurorozwojowych. Wykazano, że nadmierna produkcja cytokin prozapalnych w odpowiedzi na infekcję u matki (szczególnie w trzecim trymestrze ciąży) lub na początku życia może mieć niekorzystny wpływ na rozwój układu nerwowego^115,116, zwiększając ryzyko mózgowego porażenia dziecięcego⁷³. Podwyższony poziom cytokin prozapalnych (w tym IL-6, TNF-α i IL-8) u skrajnych wcześniaków (< 28. tygodnia ciąży) wiąże się z gorszymi wynikami neurorozwojowymi dzieci w 24. miesiącu życia^{117, 118}. Szpecht i wsp.119 podsumowali udział cytokin prozapalnych w patogenezie IVH. Wykazano, że stężenie IL-1β nie ma związku z ryzykiem wystąpienia powikłań neurologicznych¹²⁰. Podwyższone stężenie IL-8 może wiązać się natomiast z częstszym izolowanym IVH oraz współwystępowaniem IVH i uszkodzeniem istoty białej (WMI)121. Uważa się, że podwyższone stężenie IL-6 zwiększa ryzyko wystąpienia IVH122. Związek ten może dotyczyć jedynie noworodków urodzonych po 28. tygodniu ciąży¹²⁰. Nie wykazano związku pomiędzy polimorfizmami genów kodujących Il-1β, Il-6, TNFα i Il-1RN a występowaniem IVH w populacji wcześniaków¹²³.

Istnieją dane wskazujące, że upośledzenie wydzielania hormonu wzrostu (GH) wywołane stanem zapalnym wiąże się z gorszymi wynikami neurorozwojowymi w 24. miesiącu życia u noworodków z bardzo niską urodzeniową masą ciała (VLBW)⁷⁴. U dzieci z ciężkimi powikłaniami wcześniactwa rozwija się oporność na GH, co wtórnie prowadzi do jego wysokiego stężenia i towarzyszącego nieodpowiednio niskiego stężenia IGF-1^75,76,77. Wyższe stężenie IGF-1 powiązano z lepszymi wynikami neurorozwojowymi⁷⁸. Wtórne do oporności na GH zmniejszenie syntezy IGF-1 może hipotetycznie powodować pogorszenie wyników neurorozwojowych.

Ponadto zaobserwowano, że brak równowagi wśród bakterii jelitowych zwiększa transkrypcję genów związanych z produkcją mieliny i sprzyja dojrzewaniu oligodendrocytów. Proces ten przyczynia się do upośledzenia funkcji poznawczych³¹.

Dzięki badaniom przeprowadzonym na modelach zwierzęcych określono wpływ poszczególnych gatunków bakterii na ośrodkowy układ nerwowy. Enterococcus faecalis są w stanie tłumić reakcję stresową u myszy poprzez zmniejszenie produkcji kortykosteronu²⁵. Enterococcus i Enterobacter wpływają na homeostazę jelitową i dojrzewanie bariery jelitowej30. Enterobacteriaceae poprzez produkcję lipopolisacharydu (LPS) powodują aktywację komórek odpornościowych. Aktywacja ta prowadzi do wytwarzania cząsteczek prozapalnych, takich jak TNF-alfa i IL-6 oraz zwiększenia ekspresji receptora Tollpodobnego 4 (TLR4). Obecność cytokin zapalnych upośledza funkcję bariery krew-mózg (BBB), prowadząc do jej zwiększonej przepuszczalności. Ponadto Enterobacteriaceae aktywują mikroglej, powodując apoptozę neuronów hipokampa i sprzyjają odkładaniu się amyloidu-beta we wzgórzu^33,34. Klebsiella staje się dominującym mikroorganizmem w jelitach wcześniaków 4-6 tygodni po urodzeniu. Ta przewaga jest związana z nieprawidłową funkcją układu odpornościowego i upośledzoną aktywnością kory mózgowej. Obecność Klebsiella pneumoniae służy wzmocnieniu aktywności limfocytów γδ i promowaniu ekspresji IL-17A. Te aktywowane limfocyty mogą migrować do opon mózgowo-rdzeniowych i nasilać stan zapalny w OUN. W badaniu z udziałem osób chorych na padaczkę zaobserwowano, że kolonizacja Klebsiella pneumoniae może wywołać aktywację mikrogleju, prowadząc do nasilenia stanu zapalnego i zwiększać podatność na drgawki^37-39. Produkt fermentacji Lactobacillus rhamnosus – sacharyd kazeiny – ma zdolność regulowania ekspresji genów związanych ze stanem zapalnym. Sacharyd kazeiny ma również potencjał zmniejszania dysbiozy, poprawy funkcjonowania BBB, poprawy funkcji neuroendokrynnych i łagodzenia stanów lękowych²⁶. Wydaje się, że gatunki Bifidobacteria i Lactobacillus odgrywają kluczową rolę jako pionierzy w promowaniu wzrostu gatunków sukcesyjnych i szkoleniu układu odpornościowego w zakresie prawidłowego rozpoznawania patogenów. W procesie znanym jako żywienie krzyżowe inne gatunki wykorzystują metabolity wytwarzane przez Bifidobacteria do osiedlania się w jelitach⁴⁹. Gatunki Bifidobacteria hamują również namnażanie się bakterii chorobotwórczych poprzez zwiększenie pH jelit dzięki produkcji mleczanu i octanu⁵⁰. Bifidobakterie odgrywają również rolę we wzmacnianiu funkcji bariery nabłonkowej⁵¹. Gatunki Bacteroides należą do mikroorganizmów, które osiedlają się w jelitach najwcześniej. Jedną z zauważalnych cech odróżniających je od Bifidobacteria jest ich niezwykła zdolność do wykorzystywania szerokiej gamy składników odżywczych, w tym oligosacharydów mleka kobiecego. To uniwersalne wykorzystanie składników odżywczych umożliwia im adaptację i rozwój w stale zmieniających się warunkach jelit rozwijającego się noworodka⁵². Ponadto wykazano, że Bacteroides odgrywają ważną rolę w kształtowaniu wczesnego rozwoju układu odpornościowego niemowlęcia, szczególnie w odniesieniu do tworzenia komórek T i komórek Treg53. 

NEC i jego wpływ na rozwój neurologiczny noworodka

Martwicze zapalenie jelit (NEC) to ciężka choroba przewodu pokarmowego, obserwowana głównie u wcześniaków lub noworodków z bardzo niską masą urodzeniową. W 1997 Holman opublikował badanie, w którym stwierdził, że NEC występuje u 1-3 noworodków na 1000 żywych urodzeń (uwzględniając porody o czasie i przedwczesne), u wcześniaków z masą urodzeniową <1500 g natomiast z częstością od 4-11%, a ryzyko jego wystąpienia jest odwrotnie proporcjonalne do masy urodzeniowej i wieku ciążowego⁵⁴. W badaniu przeprowadzonym w Polsce w 2009 roku, obejmującym 910 niemowląt z bardzo niską masą urodzeniową (VLBW) stwierdzono, że częstość występowania NEC wynosiła 8,7%, a śmiertelność 19%⁵⁵.

Uważa się, że patogeneza NEC jest wieloczynnikowa, obejmująca: niedotlenienie, wcześniactwo, zapalenie błon płodowych, niską masę urodzeniową, karmienie mieszankami modyfikowanymi, ale w ostatnich latach podkreślana jest również rola mikrobiomu jelitowego. Już w 2001 roku stwierdzono, że niewłaściwa kolonizacja stanowi ważny czynnik zwiększający ryzyko NEC¹¹². Pomimo przeprowadzonych badań nie zidentyfikowano żadnej pojedynczej bakterii jako możliwej przyczyny NEC^109-110.

NEC może prowadzić do perforacji jelita, powodując zapalenie otrzewnej, sepsę, a nawet zgon, ale jego konsekwencje mogą także wykraczać poza układ pokarmowy. Obejmują one: ogólnoustrojowe zapalenie, uogólnioną hipoksję, hipoperfuzję i niewydolność wielonarządową, a ich skutki mogą być długotrwałe i utrzymywać się pomimo ustąpienia ostrej fazy choroby. Do długotrwałych powikłań po przebyciu NEC można zaliczyć:

• zespół krótkiego jelita,  
• obecność zrostów w jamie brzusznej,  
• niedożywienie,  
• cholestazę,
• powtarzające się hospitalizacje i opóźnienie rozwoju neurologicznego.  

Podsumowując, NEC może być przyczyną szeregu powikłań, które wpływają nie tylko na układ pokarmowy, ale także na stan ogólny i dalszy rozwój noworodka^55-56.

Mechanizmy tłumaczące negatywny wpływ NEC na rozwój neurologiczny pozostają nie do końca wyjaśnione. Niemniej jednak wskazuje się na to, że może za to odpowiadać reakcja zapalna towarzysząca NEC oraz związana z nim zaburzona mikroflora jelitowa. Zapalenie i podwyższone markery prozapalne mogą potencjalnie zakłócić rozwój OUN i spowodować długotrwałe upośledzenie funkcji poznawczych, motorycznych i sensorycznych. Według niektórych badań nadmierna reakcja TLR4 na lipopolisacharydy (LPS) bakterii jelitowych (najczęściej Gammaproteobacteria) skutkuje aktywacją kaskad sygnalizacyjnych, które stymulują translokację jądrową czynnika kβ, który jest czynnikiem transkrypcyjnym różnych cytokin i chemokin prozapalnych i przeciwzapalnych^96-97,113. Wykazano pogorszenie rozwoju intelektualnego⁵⁷ i psychoruchowego^57,60 u niemowląt, które przeszły NEC w porównaniu do grup kontrolnych urodzonych z podobną masą ciała i w podobnym wieku ciążowym, ale bez NEC-u. Nie stwierdzono różnic pomiędzy rozwojem dzieci w zależności od stopnia zaawansowania NEC-u (II i III st.)⁶⁰ oraz metody jego leczenia71.

Sonntag i wsp., którzy poddali ocenie pięć obszarów umiejętności, tzw. współczynnik rozwoju: lokomocja, zdolności personalno-społeczne, słuch i mowa, koordynacja wzrokowo-ruchowa i sprawność intelektualna noworodków z ELBW powikłanych NEC. Zaobserwowali niższy współczynnik rozwoju i 20 miesięcy po urodzeniu⁵⁸. Soraisham i in. przedstawili wyniki wskazujące, że u niemowląt, u których wystąpił NEC w II lub III stadium zaawansowania, ryzyko wystąpienia niepełnosprawności neurorozwojowej było znacznie większe (24%) w porównaniu z dziećmi z grupy kontrolnej (10%)⁵⁹. Prawdopodobieństwo wystąpienia zaburzeń neurorozwojowych po ukończeniu pierwszego roku życia u niemowląt z bardzo niską masą urodzeniową (VLBW), u których zdiagnozowano NEC, w porównaniu z dziećmi bez NEC było znamiennie wyższe. Ryzyko było większe u dzieci, które wymagały leczenia chirurgicznego NEC-u⁶¹. U niemowląt powikłanych NEC obserwowano częściej mózgowe porażenie dziecięce, a także zaburzenia widzenia, zaburzenia funkcji poznawczych i psychomotorycznych⁶².

Czynniki żywieniowe wpływające na zaburzenia neurorozwojowe po NEC

Odżywianie niemowląt powinno podlegać ścisłej kontroli, z uwagi na postulowany przez wiele badań silny wpływ prawidłowego żywienia noworodka na prawidłowy rozwój mózgu. Prado w 2014 r. wskazuje na potencjalne ryzyko niedostatecznego spożycia mikro- i makroskładników odżywczych na występowanie poważnych zaburzeń rozwojowych¹¹³. Istnieją wytyczne dotyczące spożycia składników odżywczych przez wcześniaki i noworodki urodzone o czasie. Wciąż jednak niedoprecyzowane pozostaje optymalne postępowanie żywieniowe u niemowląt z NEC. Choroba ta związana jest często z długotrwałym całkowitym odstawieniem karmienia enteralnego⁶⁵ i wyłącznym żywieniem parenteralnym, co w konsekwencji może prowadzić do znacznych zaburzeń energetycznych i zaburzeń równowagi w zakresie składników odżywczych. Badania przeprowadzone na dorosłych z potwierdzoną sepsą sugerują zwiększone zapotrzebowanie na energię i białka w trakcie trwania choroby. Jako przyczynę podaje się zwiększone komórkowe zużycie tlenu i ujemny bilans azotowy związany z uogólnionym zakażeniem. Odnosząc to do niemowląt z NEC, można stwierdzić, że są one narażone na znaczne ryzyko niedożywienia z powodu zmniejszonego dostarczania składników odżywczych wskutek zaburzeń wchłaniania jelitowego, ale także wskutek zwiększonego zapotrzebowania na białko65. Odpowiednia zawartość białka w diecie ma ogromne znaczenie, ponieważ odgrywa kluczową rolę w rozwoju masy beztłuszczowej (FFM), tworzeniu nowych neuronów i ich różnicowaniu⁶⁶. Ponadto udowodniono, że białko sprzyja wydzielaniu IGF-1, którego zwiększony poziom powiązano ze zmniejszonym prawdopodobieństwem wystąpienia zaburzeń poznawczych u wcześniaków67. Ilość białka podawanego niemowlętom, u których zdiagnozowano NEC leczony chirurgicznie, wykazywała korelację z przyrostami obwodów głowy, co uznano za wskaźnik pozytywnego wzrostu i rozwoju mózgu⁶⁸.

Wskazuje się również na istotną rolę mikroelementów w diecie. Stan zapalny pogarsza wchłanianie i dystrybucję żelaza, poprzez zwiększenie aktywności hepcydyny, która hamuje transport żelaza z enterocytów do żyły wrotnej oraz uwalnianie żelaza z makrofagów wątrobowych, co prowadzi do rozwoju niedokrwistości. Z kolei rezerwy cynku zmniejszają się na skutek zmniejszonego wchłaniania jelitowego. Niewystarczające zapasy żelaza i cynku powiązano z nieprawidłowym rozwojem układu nerwowego, występowaniem zaburzeń poznawczych i zaburzeniami wzrostu^65,125-127.

Z uwagi na udowodniony związek pomiędzy niedoborami składników odżywczych z zaburzeniami rozwoju OUN u dzieci po przebytym NEC konieczne są dalsze badania w celu optymalizacji postępowania żywieniowego w tej grupie pacjentów.

Czynniki niezwiązane z żywieniem wpływające na zaburzenia neurorozwojowe po NEC

Niedojrzałość jelit związana jest z nieszczelnością nabłonka jelitowego. W wyniku narażenia na nieprawidłową mikroflorę umożliwia to przedostanie się cytokin prozapalnych i bakterii do krwiobiegu, powodując uogólnioną reakcję zapalną^56,72,114. Teorię tę potwierdza fakt, że większe nasilenie choroby charakteryzuje się bardziej rozległym uszkodzeniem bariery jelitowej i jest związane z negatywnym wpływem na rozwój neurologiczny^56,71-72. Zwiększone stężenie cytokin prozapalnych w surowicy noworodków z NEC wiąże się ze zwiększonym ryzykiem nieprawidłowego wzrostu i rozwoju w przyszłości⁷². Wpływ stanu zapalnego na rozwój neurologiczny noworodka opisano we wcześniejszej części artykułu.

Mikroflora jelitowa w NEC

Jak wspomniano w poprzedniej części artykułu, na rozwój mikroflory może wpływać wiele czynników. Według badań istnieją dowody na to, że mikrobiom zmienia się niedługo przed wystąpieniem NEC81. Dysbioza w NEC charakteryzuje się zwiększoną liczebnością Proteobacteria i zmniejszoną liczebnością Firmicutes i Bacteroidetes^79-80. Opisano również zwiększoną liczebność Klebsiella80. Specyficzny profil mikroflory różni się w zależności od wieku na początku choroby. NEC poprzedzony dysbiozą Firmicutes (zwiększona liczebność Firmicutes i spadek liczby Gammaproteobacteria) występuje wcześniej (7.–21. doba życia) niż NEC poprzedzony dysbiozą Proteobacteria (wzrost liczby Gammaproteobacteria, spadek liczby Firmicutes) (19.–39. doba życia)^82-83.

Potencjalne mechanizmy wpływu NEC na rozwój układu nerwowego

Ciężkie zaburzenia neurokognitywne u wcześniaków z NEC są poważniejsze i trwalsze niż u wcześniaków bez NEC^71,128, co sugeruje związek pomiędzy uszkodzeniem jelit a toksycznością dla mózgu wcześniaków. Badania wykazały, że uszkodzenie mózgu związane z NEC charakteryzuje się aktywacją komórek mikrogleju (największa pomiędzy 28. a 32. tc.)^39,85,100, degradacją istoty białej^39,85-86,100 oraz zaburzeniem mielinizacji związanym z wrażliwością premielinizacyjnych oligodendrocytów na niedokrwienie i zakażenie85. Efektem tych zmian jest często leukomalacja okołokomorowa (PVL)⁸⁶ i upośledzenie zdolności poznawczych wcześniaków^39,86. Dysfunkcja neuronów może wynikać z nadmiernej degeneracji komórek lub niewystarczającej neurogenezy. Zwyrodnienie neuronów częściowo przypisuje się narażeniu na czynniki predysponujące do martwiczego zapalenia jelit, takie jak uszkodzenie niedotlenieniowo-niedokrwienne, które wzmaga apoptozę komórek i wyzwala reakcję zapalną⁸⁷.  

Jak wspomniano wcześniej uszkodzenie jelit i dysfunkcja bariery ochronnej umożliwiają bakteriom i substancjom zapalnym przedostanie się do krwiobiegu, wywołując w ten sposób rozległą reakcję zapalną w całym organizmie. Wytwarzanie cytokin negatywnie wpływa na rozwój niedojrzałego mózgu^56,72,114. Poziom cytokin prozapalnych oraz gęstość aktywowanego mikrogleju i astrocytów są podwyższone w przypadku urazów mózgu związanych z martwiczym zapaleniem jelit88. Cytokiny wywierają znaczący wpływ na postęp neurogenezy, ruch neuronów, tworzenie synaps i zdolność adaptacji synaps^89-91. Badania wskazują, że na wczesnych etapach życia narażenie na lipopolisacharydy bakteryjne (LPS) prowadzi do zaburzenia tworzenia nowych neuronów w mózgu, zwiększonej obecności mikrogleju, zmniejszenia objętości hipokampa, uszkodzenie aksonów i upośledzenie pamięci u szczurów^92-95. Receptor TLR4 wykazuje przesadną odpowiedź w przypadku NEC^96-97. Ta podwyższona odpowiedź prowadzi do aktywacji kaskad sygnalizacyjnych oraz translokacji czynnika kappa-β (NFκB) do jądra, gdzie jak wspomniano reguluje transkrypcję cytokin prozapalnych. Szlak sygnałowy NFκB odgrywa kluczową rolę w przetrwaniu i zdolnościach adaptacyjnych neuronów, pośrednicząc jednocześnie w reakcjach prozapalnych w komórkach glejowych^97-98. NEC nie występuje u zwierząt z mutacją inaktywującą TLR4, co wskazuje na jego istotne znaczenie w patogenezie NEC. Z badań klinicznych wynika, że probiotyki aktywują TLR9, co następnie ogranicza aktywność TLR4 i zmniejsza prawdopodobieństwo i ciężkość NEC^96,99.

Początkowe stadia ostrego zapalenia są prawdopodobnie związane z aktywacją mikrogleju^101-102, natomiast w późniejszych stadiach dochodzi do wzrostu liczby astrocytów, co jest zjawiskiem określanym jako astrocytoza reaktywna^101,103. Astrocyty przez uwalnianie szkodliwych substancji mogą przyczyniać się do stopniowej utraty neuronów^101,104-105. Nadmierna aktywacja obu rodzajów komórek glejowych jest uzależniona od aktywacji TLR4 i prowadzi do zmniejszenia ilości komórek progenitorowych oligodendrocytów pod wpływem TNFα^39,105-106 oraz nasila uszkodzenie istoty białej i obszaru okołokomorowego^107-108.

Podsumowanie:

Kształtowanie się mikroflory jelitowej zależy od wielu czynników, z których najważniejszymi są: wiek ciążowy, sposób porodu, antybiotykoterapia, hospitalizacja na oddziale intensywnej terapii oraz rodzaj żywienia. Można wyróżnić pewne charakterystyczne zmiany w składzie bakterii związane z tymi czynnikami, jednak ich wpływ na rozwój układu nerwowego jest jak dotąd poparty jedynie niewielką liczbą badań i wymaga pogłębienia. Z dotychczasowych obserwacji wynika, że mikroflora oraz oś mózgowo-jelitowa odgrywają jedną z głównych ról w rozwoju mózgu, dlatego konieczne jest podkreślenie roli mikroflory jelitowej w zapobieganiu i wywoływaniu zaburzeń neurorozwojowych. Bakterie mogą wpływać na OUN, wytwarzając neuroprzekaźniki, takie jak: serotonina, melatonina, GABA i dopamina, lub stymulując do tego komórki jelitowe. Sygnały płynące od drobnoustrojów jelitowych przekazywane są do mózgu i w odwrotną stronę. Patologiczna flora jelitowa, między innymi przez zaburzenie szczelności nabłonka jelit, może przyczyniać się do ogólnoustrojowego stanu zapalnego i pogarszać stan ogólny noworodka i jego rokowanie w przyszłości. Chociaż wiadomo, że probiotyki łagodzą skutki dysbiozy i wspomagają rozwój mózgu, należy przeprowadzić dalsze badania, aby zrozumieć związek między prawidłową i zaburzoną mikroflorą jelitową a rozwojem mózgu u wcześniaków. Wcześniaki, szczególnie te z ELBW lub VLBW, często doświadczają niedożywienia z powodu opóźnienia w karmieniu jelitowym, ale również na skutek dysbiozy i NEC, które zaburzają wchłanianie. Odpowiedni poziom białka jest ważny dla akumulacji FFM, neurogenezy, różnicowania neuronów i ekspresji IGF-1 związanego z funkcjami poznawczymi. Niedobory mikroelementów, takich jak żelazo i cynk, mogą również przyczyniać się do nieprawidłowego rozwoju układu nerwowego i słabego wzrostu. Dysbiotyczne zmiany w mózgu charakteryzują się zwiększoną proliferacją mikrogleju i astrocytów, zmniejszoną neurogenezą i demielinizacją. Zmiany w mikroflorze jelitowej wpływają również na mózg poprzez zapalenie zależne od TLR4, SCFA i neuroprzekaźniki. NEC uznano za jedną z przyczyn słabych wyników neurorozwojowych u niemowląt, ale dokładne mechanizmy leżące u ich podstaw nie są w pełni poznane i uważa się, że mają one charakter wieloczynnikowy. Mechanizmy patofizjologiczne i postępowanie kliniczne mające na celu poprawę rokowania w NEC powinny być poddane dalszym badaniom. Możliwość wczesnego rozpoznawania i leczenia NEC powinna być optymalizowana, tak aby umożliwić zmniejszenie odległych następstw.

Bibliografia:

1. Track NS. The gastrointestinal endocrine system. Can Med Assoc J. 1980 Feb 9;122(3):287-92. PMID: 6989456; PMCID: PMC1801818.

2. Cryan JF, O’Riordan KJ, Cowan CSM, Sandhu KV, Bastiaanssen TFS, Boehme M, Codagnone MG, Cussotto S, Fulling C, Golubeva AV, Guzzetta KE, Jaggar M, Long-Smith CM, Lyte JM, Martin JA, Molinero-Perez A, Moloney G, Morelli E, Morillas E, O’Connor R, Cruz-Pereira JS, Peterson VL, Rea K, Ritz NL, Sherwin E, Spichak S, Teichman EM, van de Wouw M, Ventura-Silva AP, Wallace-Fitzsimons SE, Hyland N, Clarke G, Dinan TG. The Microbiota-Gut-Brain Axis. Physiol Rev. 2019 Oct 1;99(4):1877-203.

3. Mayer EA. Gut feelings: the emerging biology of gut-brain communication. Nat Rev Neurosci. 2011 Jul 13;12(8):453-66.

4. Tracey KJ. Reflex control of immunity. Nat Rev Immunol. 2009 Jun;9(6):418-28.

5. Costello EK, Lauber CL, Hamady M, Fierer N, Gordon JI, Knight R. Bacterial community variation in human body habitats across space and time. Science. 2009 Dec 18;326(5960):1694-7.

6. Penders J, Thijs C, Vink C, Stelma FF, Snijders B, Kummeling I, van den Brandt PA, Stobberingh EE. Factors influencing the composition of the intestinal microbiota in early infancy. Pediatrics. 2006 Aug;118(2):511-21. doi: 10.1542/peds.2005-2824. PMID: 16882802.

7. Grönlund MM, Lehtonen OP, Eerola E, Kero P Fecal microflora in healthy infants born by different methods of delivery: permanent changes in intestinal flora after cesarean delivery. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 1999 Jan;28(1):19-25.

8. Bezirtzoglou E. The intestinal microflora during the first weeks of life. Anaerobe. 1997 Apr-Jun;3(2-3):173-7.

9. Palmer C, Bik EM, DiGiulio DB, Relman DA, Brown PO. Development of the human infant intestinal microbiota. PLoS Biol. 2007 Jul;5(7):e177.

10. Jost T, Lacroix C, Braegger CP, Chassard C. New insights in gut microbiota establishment in healthy breast fed neonates. PLoS One. 2012;7(8):e44595.

11. Koenig JE, Spor A, Scalfone N, Fricker AD, Stombaugh J, Knight R, Ley RE (2010). Succession of microbial consortia in the developing infant gut microbiome. Proceedings of the National Academy of Sciences, 108(Supplement_1), 4578–4585.

12. La Rosa PS, Warner BB, Zhou Y, Weinstock GM, Sodergren E, Hall-Moore CM, Stevens HJ, Bennett WE Jr, Shaikh N, Linneman LA, Hoffmann JA, Hamvas A, Deych E, Shands BA, Shannon WD, Tarr PI. Patterned progression of bacterial populations in the premature infant gut. Proc Natl Acad Sci U S A 2014 Aug26; 111(34):12522-7.

13. Cong X, Henderson WA, Graf J, McGrath JM. Early Life Experience and Gut Microbiome: The Brain-Gut-Microbiota Signaling System. Adv Neonatal Care. 2015 Oct;15(5):314-23; quiz E1-2.

14. van Bel F, Vaes J, Groenendaal F. Prevention, Reduction and Repair of Brain Injury of the Preterm Infant. Front Physiol. 2019 Mar 20;10:181.

15. Back SA. White matter injury in the preterm infant: pathology and mechanisms. Acta Neuropathol. 2017 Sep;134(3):331-349.

16. Smyser CD, Wheelock MD, Limbrick DD Jr, Neil JJ. Neonatal brain injury and aberrant connectivity. Neuroimage. 2019 Jan 15;185:609-623.

17. Oliphant K, Ali M, D’Souza M, Hughes PD, Sulakhe D, Wang AZ, Xie B, Yeasin R, Msall ME, Andrews B, Claud EC. Bacteroidota and Lachnospiraceae integration into the gut microbiome at key time points in early life are linked to infant neurodevelopment. Gut Microbes. 2021 Jan-Dec;13(1):1997560.

18. Sordillo JE, Korrick S, Laranjo N, Carey V, Weinstock GM, Gold DR, O’Connor G, Sandel M, Bacharier LB, Beigelman A, Zeiger R, Litonjua AA, Weiss ST. Association of the Infant Gut Microbiome With Early Childhood Neurodevelopmental Outcomes: An Ancillary Study to the VDAART Randomized Clinical Trial. JAMA Netw Open. 2019 Mar 1;2(3):e190905.

19. Ahmed S, Travis SD, Díaz-Bahamonde FV, Porter DDL, Henry SN, Mykins J, Ravipati A, Booker A, Ju J, Ding H, Ramesh AK, Pickrell AM, Wang M, LaConte S, Howell BR, Yuan L, Morton PD. Early Influences of Microbiota on White Matter Development in Germ-Free Piglets. Front Cell Neurosci. 2021 Dec 27;15:807170.

20. Chen C, Zhou Y, Wang H, Alam A, Kang SS, Ahn EH, Liu X, Jia J, Ye K Gut inflammation triggers C/EBPβ/δ-secretase-dependent gut-to-brain propagation of Aβ and Tau fibrils in Alzheimer’s disease. EMBO J. 2021 Sep 1;40(17):e106320.

21. Tao J, Campbell JN, Tsai LT, Wu C, Liberles SD, Lowell BB. Highly selective brain-to-gut communication via genetically defined vagus neurons. Neuron. 2021 Jul 7;109(13):2106-2115.e4.

22. Silva YP, Bernardi A, Frozza RL. The Role of Short-Chain Fatty Acids From Gut Microbiota in Gut-Brain Communication. Front Endocrinol (Lausanne). 2020 Jan 31;11:25.

23. Ge T, Yao X, Zhao H, Yang W, Zou X, Peng F, Li B, Cui R. Gut microbiota and neuropsychiatric disorders: Implications for neuroendocrineimmune regulation. Pharmacol Res. 2021 Nov;173:105909.

24. Ortega VA, Mercer EM, Giesbrecht GF, Arrieta MC. Evolutionary Significance of the Neuroendocrine Stress Axis on Vertebrate Immunity and the Influence of the Microbiome on Early-Life Stress Regulation and Health Outcomes. Front Microbiol. 2021 Apr 7;12:634539.

25. Wu WL, Adame MD, Liou CW, Barlow JT, Lai TT, Sharon G, Schretter CE, Needham BD, Wang MI, Tang W, Ousey J, Lin YY, Yao TH, Abdel-Haq R, Beadle K, Gradinaru V, Ismagilov RF, Mazmanian SK. Microbiota regulate social behaviour via stress response neurons in the brain. Nature. 2021 Jul;595(7867):409-414.

26. Oh NS, Joung JY, Lee JY, Song JG, Oh S, Kim Y, Kim HW, Kim SH. Glycated milk protein fermented with Lactobacillus rhamnosus ameliorates the cognitive health of mice under mild-stress condition. Gut Microbes. 2020 Nov 1;11(6):1643-1661.

27. Bresesti I, Salvatore S, Valetti G, Baj A, Giaroni C, Agosti M. The Microbiota-Gut Axis in Premature Infants: Physio-Pathological Implications. Cells. 2022 Jan 23;11(3):379.

28. Lu X, Xue Z, Qian Y, Wei S, Qiao Y, Zhang W, Lu H. Changes in intestinal microflora and its metabolites underlie the cognitive impairment in preterm rats. Front Cell Infect Microbiol. 2022 Aug 19;12:945851.

29. Healy DB, Ryan CA, Ross RP, Stanton C, Dempsey EM. Clinical implications of preterm infant gut microbiome development. Nat Microbiol. 2022 Jan;7(1):22-33.

30. Lemme-Dumit JM, Song Y, Lwin HW, Hernandez-Chavez C, Sundararajan S, Viscardi RM, Ravel J, Pasetti MF, Ma B Altered Gut Microbiome and Fecal Immune Phenotype in Early Preterm Infants With Leaky Gut. Front Immunol. 2022 Feb 23;13:815046.

31. Keogh CE, Kim DHJ, Pusceddu MM, Knotts TA, Rabasa G, Sladek JA, Hsieh MT, Honeycutt M, Brust-Mascher I, Barboza M, Gareau MG. Myelin as a regulator of development of the microbiota-gut-brain axis. Brain Behav Immun. 2021 Jan;91:437-450.

32. Henderickx JGE, Zwittink RD, van Lingen RA, Knol J, Belzer C. The Preterm Gut Microbiota: An Inconspicuous Challenge in Nutritional Neonatal Care. Front Cell Infect Microbiol. 2019 Apr 2;9:85.

33. Xu K, Gao X, Xia G, Chen M, Zeng N, Wang S, You C, Tian X, Di H, Tang W, Li P, Wang H, Zeng X, Tan C, Meng F, Li H, He Y, Zhou H, Yin J. Rapid gut dysbiosis induced by stroke exacerbates brain infarction in turn. Gut. 2021 Feb 8:gutjnl-2020-323263.

34. Wang H, Zhang M, Li J, Liang J, Yang M, Xia G, Ren Y, Zhou H, Wu Q, He Y, Yin J. Gut microbiota is causally associated with poststroke cognitive impairment through lipopolysaccharide and butyrate. J Neuroinflammation. 2022 Apr 4;19(1):76.

35. Seki D, Mayer M, Hausmann B, Pjevac P, Giordano V, Goeral K, Unterasinger L, Klebermaß-Schrehof K, De Paepe K, Van de Wiele T, Spittler A, Kasprian G, Warth B, Berger A, Berry D, Wisgrill L. Aberrant gut-microbiota-immune-brain axis development in premature neonates with brain damage. Cell Host Microbe. 2021 Oct 13;29(10):1558-1572.e6.

36. Bloodworth MH, Newcomb DC, Dulek DE, Stier MT, Cephus JY, Zhang J, Goleniewska K, Kolls JK, Peebles RS Jr. STAT6 Signaling Attenuates Interleukin-17-Producing γδ T Cells during Acute Klebsiella pneumoniae Infection. Infect Immun. 2016 Apr 22;84(5):1548-1555.

37. Papotto PH, Yilmaz B, Silva-Santos B. Crosstalk between γδ T cells and the microbiota. Nat Microbiol. 2021 Sep;6(9):1110-1117.

38. Lin P, Lin A, Tao K, Yang M, Ye Q, Chen H, Chen Y, Ma Y, Lin Z, He M, Wang X, Tian X. Intestinal Klebsiella pneumoniae infection enhances susceptibility to epileptic seizure which can be reduced by microglia activation. Cell Death Discov. 2021 Jul 7;7(1):175.

39. Nino DF, Zhou Q, Yamaguchi Y, Martin LY, Wang S, Fulton WB, Jia H, Lu P, Prindle T Jr, Zhang F, Crawford J, Hou Z, Mori S, Chen LL, Guajardo A, Fatemi A, Pletnikov M, Kannan RM, Kannan S, Sodhi CP, Hackam DJ. Cognitive impairments induced by necrotizing enterocolitis can be prevented by inhibiting microglial activation in mouse brain. Sci Transl Med. 2018 Dec 12;10(471):eaan0237.

40. Parsons E, Claud K, Petrof EO. The infant microbiome and implications for central nervous system development. Prog Mol Biol Transl Sci. 2020;171:1-13.

41. Arboleya S, Sánchez B, Milani C, Duranti S, Solís G, Fernández N, de los Reyes-Gavilán CG, Ventura M, Margolles A, Gueimonde M. Intestinal microbiota development in preterm neonates and effect of perinatal antibiotics. J Pediatr. 2015 Mar;166(3):538-44.

42. Ferretti P, Pasolli E, Tett A, Asnicar F, Gorfer V, Fedi S, Armanini F, Truong DT, Manara S, Zolfo M, Beghini F, Bertorelli R, De Sanctis V, Bariletti I, Canto R, Clementi R, Cologna M, Crifo T, Cusumano G, Gottardi S, Innamorati C, Mase C, Postai D, Savoi D, Duranti S, Lugli GA, Mancabelli L, Turroni F, Ferrario C, Milani C, Mangifesta M, Anzalone R, Viappiani A, Yassour M, Vlamakis H, Xavier R, Collado CM, Koren O, Tateo S, Soffiati M, Pedrotti A, Ventura M, Huttenhower C, Bork P, Segata N. Mother-to-Infant Microbial Transmission from Different Body Sites Shapes the Developing Infant Gut Microbiome. Cell Host Microbe. 2018 Jul 11;24(1):133-145.e5.

43. Bezirtzoglou E, Tsiotsias A, Welling GW. Microbiota profile in feces of breast- and formula-fed newborns by using fluorescence in situ hybridization (FISH). Anaerobe. 2011 Dec;17(6):478-82.

44. Prentice A, Ewing G, Roberts SB, Lucas A, MacCarthy A, Jarjou LM, Whitehead RG. The nutritional role of breast-milk IgA and lactoferrin. Acta Paediatr Scand. 1987 Jul;76(4):592-8.

45. Gomez-Gallego C, Garcia-Mantrana I, Salminen S, Collado MC. The human milk microbiome and factors influencing its composition and

activity. Semin Fetal Neonatal Med. 2016 Dec;21(6):400-405.

46. Le Huërou-Luron I, Blat S, Boudry G. Breast- v. formula-feeding: impacts on the digestive tract and immediate and long-term health effects.

Nutr Res Rev. 2010 Jun;23(1):23-36.

47. Greenwood C, Morrow AL, Lagomarcino AJ, Altaye M, Taft DH, Yu Z, Newburg DS, Ward DV, Schibler KR. Early empiric antibiotic use in preterm infants is associated with lower bacterial diversity and higher relative abundance of Enterobacter. J Pediatr. 2014 Jul;165(1):23-9.

48. Gasparrini AJ, Crofts TS, Gibson MK, Tarr PI, Warner BB, Dantas G. Antibiotic perturbation of the preterm infant gut microbiome and resistome. Gut Microbes. 2016 Sep 2;7(5):443-9.

49. Belenguer A, Duncan SH, Calder AG, Holtrop G, Louis P, Lobley GE, Flint HJ. Two routes of metabolic cross-feeding between Bifidobacterium adolescentis and butyrate-producing anaerobes from the human gut. Appl Environ Microbiol. 2006 May;72(5):3593-9.

50. Duncan SH, Louis P, Thomson JM, Flint HJ. The role of pH in determining the species composition of the human colonic microbiota. Environ Microbiol. 2009 Aug;11(8):2112-22.

51. Ewaschuk JB, Diaz H, Meddings L, Diederichs B, Dmytrash A, Backer J, Looijer-van Langen M, Madsen KL. Secreted bioactive factors from Bifidobacterium infantis enhance epithelial cell barrier function. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2008 Nov;295(5):G1025-34.

52. Sonnenburg JL, Xu J, Leip DD, Chen CH, Westover BP, Weatherford J, Buhler JD, Gordon JI. Glycan foraging in vivo by an intestine-adapted bacterial symbiont. Science. 2005 Mar 25;307(5717):1955-9.

53. Round JL, Mazmanian SK. Inducible Foxp3+ regulatory T-cell development by a commensal bacterium of the intestinal microbiota. Proc Natl Acad Sci U S A 2010 Jul 6;107(27):12204-9.

54. Holman RC, Stoll BJ, Clarke MJ, Glass RI. The epidemiology of necrotizing enterocolitis infant mortality in the United States. Am J Public Health. 1997 Dec;87(12):2026-31.

55. Wójkowska-Mach J, Różańska A, Borszewska-Kornacka M, Domańska J, Gadzinowski J, Gulczyńska E, Helwich E, Kordek A, Pawlik D, Szczapa J, Heczko PB. Necrotising enterocolitis in preterm infants: epidemiology and antibiotic consumption in the Polish neonatology network neonatal intensive care units in 2009. PLoS One. 2014 Mar 21;9(3):e92865. doi: 10.1371/journal.pone.0092865.

56. Hickey M, Georgieff M, Ramel S. Neurodevelopmental outcomes following necrotizing enterocolitis. Semin Fetal Neonatal Med. 2018 Dec;23(6):426-432. doi: 10.1016/j.siny.2018.08.005. Epub 2018 Aug 17. PMID: 30145060.

57. Dilli D, Eras Z, Ulu HÖ, Dilmen U, Şakrucu ED. Does necrotizing enterocolitis affect growth and neurodevelopmental outcome in very low birth weight infants? Pediatr Surg Int 2012;28:471–6.

58. Sonntag J, Grimmer I, Scholz T, Metze B, Wit J, Obladen M. Growth and neurodevelopmental outcome of very low birthweight infants with necrotizing enterocolitis. Acta Paediatr 2000;89:528–32.

59. Soraisham AS, Amin HJ, Al-Hindi MY, Singhal N, Sauve RS. Does necrotising enterocolitis impact the neurodevelopmental and growth outcomes in preterm infants with birthweight <1250 g? J Paediatr Child Health 2006;42:499–504.

60. Salhab WA, Perlman JM, Silver L, Sue Broyles R. Necrotizing enterocolitis and neurodevelopmental outcome in extremely low birth weight infants <1000 g. J Perinatol 2004;24:534–40.

61. Schulzke SM, Deshpande GC, Patole SK. Neurodevelopmental outcomes of very lowbirth-weight infants with necrotizing enterocolitis. Archs Pediatr Adolesc Med 2007;161:583.

62. Rees CM, Pierro A, Eaton S. Neurodevelopmental outcomes of neonates with medically and surgically treated necrotizing enterocolitis. Archs Dis Childh Fetal Neonatal Ed 2007;92:F193–8.

63. Cusick S, Georgieff M. The role of nutrition in brain development: the golden opportunity of the “first 1000 days.” J Pediatr Psychol 2016;175:16–21.

64. Vohr BR, Allen M. Extreme prematurity – the continuing dilemma. N Engl J Med 14 2005;3521:71–2.

65. Ramel SE, Brown LD, Georgieff MK. The impact of neonatal illness on nutritional requirements: one size does not fit all. Curr Pediatr Rep 2014;2:248–54.

66. Pfister KM, Gray HL, Miller NC, Demerath EW, Georgieff MK, Ramel SE. Exploratory study of the relationship of fat-free mass to speed of brain processing in preterm infants. Pediatr Res 2013;74:576–83.

67. Hansen-Pupp I, Hövel H, Löfqvist C, et al. Circulatory insulin-like growth factor-I and brain volumes in relation to neurodevelopmental outcome in very preterm infants. Pediatr Res 2013;74:564–69.

68. Lin GC, Robinson DT, Olsen S, et al. Nutritional practices and growth in premature infants after surgical necrotizing enterocolitis. J Pediatr Gastroenterol Nutr 2017;65:111–16.

69. Thureen PJ, Melara D, Fennessey PV, Hay WW. Effect of low versus high intravenous amino acid intake on very low birth weight infants in the early neonatal period. Pediatr Res 2003;53:24–32.

70. Poindexter B, Langer J, Dusick A, Ehrenkranz R. NICHD Neonatal Research Network. Early provision of parenteral amino acids in extremely low birth weight infants: relation to growth and neurodevelopmental outcome. J Pediatr Psychol 2006;148:301–5.

71. Shah TA, Meinzen-Derr J, Gratton T, et al. Hospital and neurodevelopmental outcomes of extremely low-birth-weight infants with necrotizing enterocolitis and spontaneous intestinal perforation. J Perinatol 2012;32:552–8.

72. Lodha A, Asztalos E, Moore A. Cytokine levels in neonatal necrotizing enterocolitis and long-term growth and neurodevelopment. Acta Paediatr 2010;99:338–43.

73. Wu YW, Colford JM. Chorioamnionitis as a risk factor. JAMA 2000;284:1417–24.

74. Ramel S, Demerath E, Gray H, Younge N, Boys C, Georgieff MK. The relationship of poor linear growth velocity with neonatal illness and two year neurodevelopment in preterm infants. Neonatology 2012;102:19–24.

75. Pfister KM, Ramel SE. Linear growth and neurodevelopmental outcomes. Clin Perinatol 2014;41:309–21.

76. Gardelis J, Hatzis T, Stamogiannou L, et al. Acitivity of the growth hormone/insulin-like growth factor-I axis in critically ill children. J Pediatr Endocrinol 2005;18:363–72.

77. Gelato M. The growth hormone/insulin-like growth factor axis in critical illness. J Pediatr Endocrinol Metab 2000;13:1023–9.

78. Hansen-Pupp I, Hövel H, Löfqvist C, et al. Circulatory insulin-like growth factor-I and brain volumes in relation to neurodevelopmental outcome in very preterm infants. Pediatr Res 2013;74:564–69.

79. Pammi M, Cope J, Tarr P, Warner B, Morrow A, Mai V, et al. (2017). Intestinal dysbiosis in preterm infants preceding necrotizing enterocolitis: A systematic review and meta-analysis. Microbiome 5:31. 10.1186/s40168-017-0248-8.

80. Olm M, Bhattacharya N, Crits-Christoph A, Firek B, Baker R, Song Y, et al. (2019). Necrotizing enterocolitis is preceded by increased gut bacterial replication, Klebsiella, and fimbriae-encoding bacteria. Sci Adv. 5:eaax5727. 10.1126/sciadv.aax5727.

81. Sim K, Shaw A, Randell P, Cox M, McClure Z, Li M, et al. (2015). Dysbiosis anticipating necrotizing enterocolitis in very premature infants. Clin. Infect. Dis. 60 389–397. 10.1093/cid/ciu822.

82. Morrow A, Lagomarcino A, Schibler K, Taft D, Yu Z, Wang B, et al. (2013). Early microbial and metabolomic signatures predict later onset of necrotizing enterocolitis in preterm infants. Microbiome 1:13. 10.1186/2049-2618-1-13.

83. Zhou Y, Shan G, Sodergren E, Weinstock G, Walker W, Gregory K (2015). Longitudinal analysis of the premature infant intestinal microbiome prior to necrotizing enterocolitis: A case-control study. PLoS One 10:e0118632. 10.1371/journal.pone.0118632.

84. Shao Y, Forster S, Tsaliki E, Vervier K, Strang A, Simpson N, et al. (2019). Stunted microbiota and opportunistic pathogen colonization in caesarean-section birth. Nature 574 117–121. 10.1038/s41586-019-1560-1.

85. Volpe J (2011). Systemic inflammation, oligodendroglial maturation, and the encephalopathy of prematurity. Ann Neurol. 70 525–529. 10.1002/ ana.22533.

86. Hintz S, Barnes P, Bulas D, Slovis T, Finer N, Wrage L, et al. (2015). Health SSGotEKSNIoC, human development neonatal research N. Neuroimaging and neurodevelopmental outcome in extremely preterm infants. Pediatrics 135 e32–e42. 10.1542/peds.2014-0898.

87. Wang Y, Hang C, Hu J, Li C, Zhan C, Pan J, Yuan T. Role of gut-brain axis in neurodevelopmental impairment of necrotizing enterocolitis. Front Neurosci. 2023 Jan 19;17:1059552. doi: 10.3389/fnins.2023.1059552.

88. Zhou Q, Nino D, Yamaguchi Y, Wang S, Fulton W, Jia H, et al. (2021). Necrotizing enterocolitis induces T lymphocyte-mediated injury in the developing mammalian brain. Sci. Transl. Med. 13:eaay6621. 10.1126/scitranslmed.aay6621.

89. Williamson L, Sholar P, Mistry R, Smith S., Bilbo S (2011). Microglia and memory: Modulation by early-life infection. J Neurosci. 31 15511–15521.

90. Bilbo S, Schwarz J (2012). The immune system and developmental programming of brain and behavior. Front. Neuroendocrinol. 33:267–286. 10.1016/j.yfrne.2012.08.006.

91. Donzis E, Tronson N (2014). Modulation of learning and memory by cytokines: Signaling mechanisms and long term consequences. Neurobiol. Learn. Mem. 115 68–77. 10.1016/j.nlm.2014.08.008.

92. Bilbo S, Biedenkapp J, Der-Avakian A, Watkins L, Rudy J, Maier S (2005). Neonatal infection-induced memory impairment after lipopolysaccharide in adulthood is prevented via caspase-1 inhibition. J. Neurosci. 25 8000–8009. 10.1523/JNEUROSCI.1748-05.2005.

93. Wang K, Fan L, Kaizaki A, Pang Y, Cai Z, Tien L (2013). Neonatal lipopolysaccharide exposure induces long-lasting learning impairment, less anxiety-like response and hippocampal injury in adult rats. Neuroscience 234 146–157. 10.1016/j.neuroscience.2012.12.049.

94. Smith P, Hagberg H, Naylor A, Mallard C (2014). Neonatal peripheral immune challenge activates microglia and inhibits neurogenesis in the developing murine hippocampus. Dev. Neurosci. 36 119–131. 10.1159/000359950.

95. Sun J, Pan X, Christiansen L, Yuan X, Skovgaard K, Chatterton D, et al. (2018). Necrotizing enterocolitis is associated with acute brain responses in preterm pigs. J. Neuroinflammation 15:180. 10.1186/s12974-018-1201-x.

96. Hackam D, Sodhi C, Good M (2019). New insights into necrotizing enterocolitis: From laboratory observation to personalized prevention and treatment. J. Pediatr. Surg. 54 398–404. 10.1016/j.jpedsurg.2018.06.012.

97. Niemarkt H, De Meij T, van Ganzewinkel C, de Boer N, Andriessen P, Hutten M, et al. (2019). Necrotizing enterocolitis, gut microbiota, and brain development: Role of the brain-gut axis. Neonatology 115 423–431. 10.1159/000497420.

98. Crampton S, O’Keeffe G (2013). NF-kappaB: Emerging roles in hippocampal development and function. Int. J. Biochem. Cell Biol. 45 1821–1824. 10.1016/j.biocel.2013.05.037.

99. Hackam D, Sodhi C (2018). Toll-like receptor-mediated intestinal inflammatory imbalance in the pathogenesis of necrotizing enterocolitis. Cell. Mol. Gastroenterol. Hepatol. 6 229–238.e1. 10.1016/j.jcmgh.2018.04.001.

100. Tahraoui S, Marret S, Bodenant C, Leroux P, Dommergues M, Evrard P, et al. (2001). Central role of microglia in neonatal excitotoxic lesions of the murine periventricular white matter. Brain Pathol. 11 56–71. 10.1111/j.1750-3639.2001.tb00381.x.

101. Liddelow S, Guttenplan K, Clarke L, Bennett F, Bohlen C, Schirmer L, et al. (2017). Neurotoxic reactive astrocytes are induced by activated microglia. Nature 541 481–487. 10.1038/nature21029.

102. Nino D, Zhou Q, Yamaguchi Y, Martin L, Wang S, Fulton W, et al. (2018). Cognitive impairments induced by necrotizing enterocolitis can be prevented by inhibiting microglial activation in mouse brain. Sci. Transl. Med. 10:eaan0237. 10.1126/scitranslmed.aan0237.

103. Sochocka M, Diniz B, Leszek J (2017). Inflammatory response in the CNS: Friend or foe? Mol. Neurobiol. 54 8071–8089. 10.1007/s12035-016-0297-1.

104. Bi F, Huang C, Tong J, Qiu G, Huang B, Wu Q, et al. (2013). Reactive astrocytes secrete lcn2 to promote neuron death. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 4069–4074. 10.1073/pnas.1218497110.

105. Biouss G, Antounians L, Li B, O’Connell J, Seo S, Catania V, et al. (2019). Experimental necrotizing enterocolitis induces neuroinflammation in the neonatal brain. J. Neuroinflammation 16:97. 10.1186/s12974-019-1481-9.

106. Jurewicz A, Matysiak M, Tybor K, Kilianek L, Raine C, Selmaj K (2005). Tumour necrosis factor-induced death of adult human oligodendrocytes is mediated by apoptosis inducing factor. Brain 128(Pt 11) 2675–2688. 10.1093/brain/awh627.

107. Billiards S, Haynes R, Folkerth R, Trachtenberg F, Liu L, Volpe J, et al. (2006). Development of microglia in the cerebral white matter of the human fetus and infant. J. Comp. Neurol. 497 199–208. 10.1002/cne.20991.

108. Selip D, Jantzie L, Chang M, Jackson M, Fitzgerald E, Boll G, et al. (2012). Regional differences in susceptibility to hypoxic-ischemic injury in the preterm brain: Exploring the spectrum from white matter loss to selective gray matter injury in a rat model. Neurol. Res. Int. 2012:725184. 10.1155/2012/725184.

109. Niemarkt HJ, de Meij TG, van de Velde ME, van der Schee MP, van Goudoever JB, Kramer BW, et al. Necrotizing enterocolitis: a clinical review on diagnostic biomarkers and the role of the intestinal microbiota. Inflamm Bowel Dis. 2015 Feb;21((2)):436–44.

110. Neu J, Pammi M. Necrotizing enterocolitis: the intestinal microbiome, metabolome and inflammatory mediators. Semin Fetal Neonatal Med. 2018 Dec;23((6)):400–5.

111. Claud EC, Walker WA. Hypothesis: inappropriate colonization of the premature intestine can cause neonatal necrotizing enterocolitis. FASEB J. 2001 Jun;15((8)):1398–403.

112. Neu J, Pammi M. Pathogenesis of NEC: impact of an altered intestinal microbiome. Semin Perinatol. 2017 Feb;41((1)):29–35.

113. Prado EL, Dewey KG. Nutrition and brain development in early life. Nutr Rev. 2014 Apr;72(4):267-84.

114. Tanner SM, Berryhill TF, Ellenburg JL, Jilling T, Cleveland DS, Lorenz RG, Martin CA. Pathogenesis of necrotizing enterocolitis: modeling the innate immune response. Am J Pathol. 2015 Jan;185(1):4-16. doi: 10.1016/j.ajpath.2014.08.028. Epub 2014 Nov 4.

115. Goeden N, et al. Maternal Inflammation Disrupts Fetal Neurodevelopment via Increased Placental Output of Serotonin to the Fetal Brain. J Neurosci. 2016;36:6041–6049.

116. Jiang NM, et al. Febrile illness and pro-inflammatory cytokines are associated with lower neurodevelopmental scores in Bangladeshi infants living in poverty. BMC Pediatr. 2014;14.

117. O’Shea TM, et al. Elevated blood levels of inflammation-related proteins are associated with an attention problem at age 24 mo in extremely preterm infants. Pediatr Res. 2014;75:781–787.

118. Leviton A, et al. Systemic inflammation on postnatal days 21 and 28 and indicators of brain dysfunction 2years later among children born before the 28th week of gestation. Early Hum Dev. 2016;93:25–32.

119. Szpecht D, Wiak K, Braszak A, Szymankiewicz M, Gadzinowski J. Role of selected cytokines in the etiopathogenesis of intraventricular hemorrhage in preterm newborns. Childs Nerv Syst. 2016 Nov;32(11):2097-2103. doi: 10.1007/s00381-016-3217-9. Epub 2016 Aug 19.

120. Viscardi RM, Muhumuza CK, Rodriguez A, et al. (2004) Inflammatory markers in intrauterine and fetal blood and cerebrospinal fluid compartments are associated with adverse pulmonary and neurologic outcomes in preterm infants. Pediatr Res 55(6):1009–1017.

121. Leviton A, Allred EN, Dammann O, et al. (2013) Systemic inflammation, intraventricular hemorrhage, and white matter injury. J Child Neurol 28(12):1637–1645.

122. Heep A, Behrendt D, Nitsch P, et al. (2003) Increased serum levels of interleukin 6 are associated with severe intraventricular haemorrhage in extremely premature infants. Arch Dis Child FetalNeonatal Ed 88(6):501–504.

123. Szpecht D, Gadzinowski J, Seremak-Mrozikiewicz A, Kurzawińska G, Drews K, Szymankiewicz. M. The significance of polymorphisms in genes encoding Il-1β, Il-6, TNFα, and Il-1RN in the pathogenesis of intraventricular hemorrhage in preterm infants. Childs Nerv Syst. 2017 Nov;33(11):1905-1916. doi: 10.1007/s00381-017-3458-2. Epub 2017 Jun 29.

124. Kretchmer N, Beard JL, Carlson S. The role of nutrition in the development of normal cognition. Am J Clin Nutr. 1996 Jun;63(6):997S-1001S.

125. Fleming RE, Bacon BR. Orchestration of iron homeostasis. N Engl J Med. 2005;352:1741–4.

126. Lozoff B, Georgieff MK. Iron deficiency and brain development. Semin Pediatr Neurol. 2006;13:158–65.

127. Sahikhkhalil AK, Curtiss J, Puthoff TD, Valentine CJ. Enteral zinc supplementation and growth in extremely-low-birth-weight infants with chronic lung disease. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2014;58:183–7.

128. Wadhawan R, Oh W, Hintz SR, Blakely ML, Das A, Bell EF, Saha S, Laptook AR, Shankaran S, Stoll BJ, Walsh MC, Higgins RD; NICHD Neonatal Research Network. Neurodevelopmental outcomes of extremely low birth weight infants with spontaneous intestinal perforation or surgical necrotizing enterocolitis. J Perinatol. 2014 Jan;34(1):64-70.

129. Guittar J, Shade A, Litchman E. Trait-based community assembly and succession of the infant gut microbiome. Nat Commun. 2019 Feb 1;10(1):512. doi: 10.1038/s41467-019-08377-w. PMID: 30710083; PMCID: PMC6358638.

130. Balogh R, Jankovics P, Béni S. Qualitative and quantitative analysis of N-acetyllactosamine and lacto-N-biose, the two major building blocks of human milk oligosaccharides in human milk samples by high-performance liquid chromatography–tandem mass spectrometry using a porous graphitic. J. Chromatogr. A 2015, 1422, 140–146.

131. Bode L. The functional biology of human milk oligosaccharides. Early Hum. Dev. 2015, 91, 619–622.

132. German JB, Freeman SL, Lebrilla CB, Mills DA. Human milk oligosaccharides: evolution, structures and bioselectivity as substrates for intestinal bacteria. Nestle Nutr Workshop Ser Pediatr Program. 2008;62:205-18; discussion 218-22. doi: 10.1159/000146322. PMID: 18626202; PMCID: PMC2861563.

133. Garrido D, Ruiz-Moyano S, Kirmiz N, Davis JC, Totten SM, Lemay DG, Ugalde JA, German JB, Lebrilla CB, Mills DA. A novel gene cluster allows preferential utilization of fucosylated milk oligosaccharides in Bifidobacterium longum subsp.longum SC596. Sci. Rep. 2016, 6, 35045.

134. Wickramasinghe S, Pacheco AR, Lemay DG, Mills DA. Bifidobacteria grown on human milk oligosaccharides downregulate the expression of inflammation-related genes in Caco-2 cells. BMC Microbiol. 2015, 15, 172.

135. Newburg DS, Ruiz-Palacios GM, Morrow AL. Human milk glycans protect infants against enteric pathogens. Annu. Rev. Nutr. 2005, 25, 37–58.